L'exposition magnétique à l'aide de samarium cobalt (SmCO5) a augmenté la prolifération et la souche des cellules souches mésenchymateuses du cordon ombilical humain (hUC

Rapports scientifiques volume 12, Numéro d'article : 8904 (2022) Citer cet article

1089 accès

2 Citations

4 Altmétrique

Détails des métriques

Malgré les nombreux rapports sur le danger potentiel des expositions aux champs magnétiques (MF) sur les humains, il existe également des rapports sur l'amélioration de la propriété proliférative des cellules souches à une exposition optimale. Cependant, l'effet sur les cellules souches mésenchymateuses (CSM) reste inconnu. Par conséquent, nous avons cherché à étudier l'impact de la MF statique induite (SMF) sur les cellules souches mésenchymateuses dérivées du cordon ombilical humain (hUC-MSC) à l'aide de Samarium Cobalt (SmCO5). Au passage 3, les hUC-MSC (1 × 104) ont été exposées à 21,6 mT SMF par une exposition directe (DE) ont montré un nombre de cellules significativement plus élevé (p <0,05) dans les tests de cinétique de croissance avec le temps de doublement de population le plus court par rapport à indirect exposition et contrôle négatif. Le groupe DE a été engagé dans le cycle cellulaire avec une augmentation de la phase S (55,18 ± 1,38 %) et de la phase G2/M (21,75 ± 1,38 %) par rapport au groupe NC [phase S (13,54 ± 2,73 %) ; Phase G2/M (8,36 ± 0,28 %)]. Bien qu'aucun changement significatif n'ait été observé dans l'immunophénotype, le groupe DE a montré une expression élevée de marqueurs associés à la pluripotence (OCT4, SOX2, NANOG et REX1). Ces résultats suggèrent que les MF pourraient potentiellement induire la prolifération des MSC, une approche prometteuse pour promouvoir la propagation des cellules souches pour la thérapie clinique et la recherche sans compromettre la souche des hUC-MSC.

Ces dernières années ont vu une percée substantielle dans notre compréhension de la biologie des cellules souches adultes humaines qui s'est traduite par une augmentation de son utilisation thérapeutique suite à l'amélioration de l'efficacité clinique rapportée. De la thérapie cellulaire1,2, au développement d'organes bio-artificiels3,4 et à la réparation des tissus de la plaie grâce à la régénération tissulaire rapide5,6,7 au traitement de divers types de cancer8,9, l'adoption de cellules souches humaines adultes par la greffe de cellules souches a a acquis une grande popularité attribuée à son risque minimal de rejet de l'hôte et d'effets secondaires malgré sa puissance thérapeutique élevée.

Les cellules souches mésenchymateuses (CSM) produites dans la moelle osseuse (BM) sont considérées comme les tissus sources adultes les plus courants et les plus utilisés pour les CSM humaines. D'autres sources adultes de CSM "adultes" sont les tissus du cordon ombilical et le placenta qui ont souvent été jetés à la naissance10. Ils possèdent des propriétés d'auto-renouvellement élevées et de grandes capacités potentielles de différenciation11. Il a été démontré que les MSC peuvent donner naissance à des cellules de lignées mésodermiques telles que les os, les tissus adipeux, le cartilage, les tendons et les muscles squelettiques12,13,14. Plusieurs rapports ont montré que les CSM se différencient également potentiellement en divers tissus de lignée non mésodermique, notamment les cellules des îlots pancréatiques15, le muscle cardiaque16, les hépatocytes17 et les cellules neurales18. Par rapport à d'autres cellules souches adultes spécifiques aux tissus, les CSM sont un agent thérapeutique privilégié en raison de la capacité de ciblage ciblé vers le site des blessures et de la capacité à se différencier en de nombreux types de cellules mésenchymateuses et parenchymateuses19. Les CSM possèdent également des propriétés réparatrices et immunosuppressives uniques en ce sens qu'elles sécrètent de grandes quantités de cytokines/facteurs pro-angiogéniques, anti-inflammatoires et anti-apoptotique qui peuvent être responsables de l'induction de la régénération tissulaire, de la tolérance à la transplantation et du contrôle de l'auto-immunité20,21. Attribuée aux propriétés de privilège immunitaire des MSC qui leur permettent d'échapper à la réponse immunitaire de l'hôte, la thérapie intravasculaire impliquant l'intervention de MSC reste une procédure clinique à faible risque. D'autres études peuvent être menées pour évaluer la posologie optimale et la méthode d'administration des CSM, car ce facteur, en plus d'autres facteurs prédisposants impliquant la réponse immunitaire de l'hôte, peut jouer un rôle majeur dans l'orientation du résultat clinique final de la thérapie.

Cependant, les CSM au potentiel thérapeutique ne peuvent être exploitées qu'en déterminant les conditions optimales requises pour stimuler facilement leur prolifération et leur propagation continue à des fins de recherche et thérapeutiques22,23,24,25. Le tissu du cordon ombilical fournit une source limitée de cellules fraîchement isolées et bien que des études aient suggéré que les MSC du cordon ombilical humain (hUC-MSC) présentent une capacité de prolifération plus élevée par rapport aux MSC de la moelle osseuse ou du tissu adipeux26,27, il est nécessaire expansion in vitro à grande échelle sans modifier leurs capacités de souche et de différenciation. Le défi est donc de déterminer une condition optimale de culture qui peut favoriser la grande expansion des hUC-MSC pour répondre à la demande clinique.

En règle générale, les humains et les autres êtres vivants sont naturellement exposés aux MF terrestres, qui ne sont pas nocifs, ainsi qu'à d'autres sources de MF inoffensifs pouvant être obtenus à partir de matériaux magnétisés appelés aimants permanents. La clé pour comprendre la dichotomie entre les formes nocives et inoffensives de FM réside dans la classification des FM en fonction de leurs sources. Les MF sont essentiellement de deux types, à savoir les champs endogènes et exogènes. Les champs endogènes sont les MF qui sont produits dans le corps. Ce type de MF survient au niveau de divers organes électriquement excitables tels que le cœur28,29,30, le cerveau31,32 et les yeux33. L'étude a également indiqué que les MF affectaient les performances du système musculo-squelettique34. D'autre part, les champs exogènes sont des MF produits par des sources extérieures au corps et peuvent être classés comme des champs exogènes naturels tels que le champ géomagnétique terrestre (par exemple, Samarium Cobalt (SmCo5) ou Neodymium Ferum Boron (NdFeB)) ou exogènes artificiels (homme -made) MF comme les lignes électriques, les transformateurs, les appareils, les émetteurs radio et les dispositifs médicaux35,36. Les MF exogènes artificiels ont été identifiés par de nombreux chercheurs et la forme de MF qui pose des effets nocifs et dangereux graves pour les humains et les autres êtres vivants lors d'une exposition prolongée ou fréquente. L'exposition humaine fréquente aux MF a soulevé de graves problèmes de santé, car la MF a été associée à certaines complications médicales. Plusieurs types de cancer37, de tumeurs38, de glioblastome39,40 et de leucémie41 ont été associés à l'exposition aux MF. Étant donné que les humains sont confrontés à des risques constants d'être exposés à des formes nocives de MF lors d'activités quotidiennes sur les lieux de travail, à la maison, dans le métro et dans d'autres lieux publics, les chercheurs se sont davantage concentrés sur l'exploration des effets nocifs des MF et ont donc développé techniques de génération et de manipulation de CM exogènes artificiels qui imitent ces expositions quotidiennes, comme l'a rapporté Zanella35. Il est intéressant de noter qu'une étude a conclu qu'une exposition optimale aux MF pendant une courte période de temps définie pourrait favoriser de manière surprenante et significative la croissance cellulaire. De nombreuses études ont depuis été menées et ont rapporté37 des effets favorables de l'exposition aux MF tels que l'accélération de la guérison des fractures osseuses et l'arrêt de l'ostéoporose42,43,44. En conséquence, notre étude visait à étudier l'impact potentiel du champ magnétique statique induit (SMF) sur les tendances prolifératives des cellules souches mésenchymateuses dérivées du cordon ombilical humain à l'aide de SmCo5. SmCo5 dont la force de l'aimant est juste derrière l'aimant NdFeB a été choisi comme source magnétique dans cette expérience car il possède une forte magnétisation à moment permanent et stable contre l'influence de la démagnétisation. Il convient également aux expériences à température relativement élevée et résiste à la rouille, de sorte qu'aucun traitement de surface tel qu'un revêtement ou un scellement n'est nécessaire45,46. Dans cette étude, un modèle contrôlable de SmCo5 a été conçu comme source de MF et fournit une simulation de ces effets à long terme dans un délai relativement court. L'objectif de la présente étude est de trouver le système de culture optimal en étudiant les effets de l'exposition de SMF SmCo5 sur la prolifération, le taux de croissance et l'expression génique des hUC-MSC dans le but d'identifier l'exposition MF comme une technique alternative pour augmenter la prolifération capacité des MSC sans altérer les propriétés des MSC. Pour cela, nous fournissons une base essentielle avant toute future expérience in vitro SMF SmCo5.

L'observation de la morphologie cellulaire a été enregistrée au passage 3 hUC-MSCs cultivées du jour 0 au jour 10 comme présenté dans la Fig. 1. Pour les deux groupes test (DE et IE) ainsi que le groupe contrôle (NC), les cellules adhérentes ont été observé au jour 2 avec les cellules conservant la forme allongée en fuseau semblable à un fibroblaste, une caractéristique des CSM saines. Bien que la morphologie en forme de fuseau ait été conservée dans les deux groupes, jusqu'au jour 10, il y avait des différences notables dans le temps nécessaire pour atteindre 100 % de confluence. Alors que le groupe DE a atteint 100 % de confluence au jour 8 de la culture, la confluence cellulaire dans les groupes IE et NC était d'environ 80 %. La confluence est cependant restée inchangée dans le groupe IE mais s'est nettement améliorée dans le groupe NC après la culture au jour 10 (Fig. 1).

Observations morphologiques des hUC-MSC. Observation de la morphologie cellulaire du passage 3 hUC-MSC dans les groupes DE, IE et NC. Toutes les cellules présentaient la forme caractéristique du fuseau de type fibroblaste MSC, le groupe DE atteignant 100 % de confluence au jour 8, tandis que le groupe IE avec le moins de confluence même après le jour 10. Le groupe NC a atteint 100 % de confluence au jour 10. Toutes les micrographies photo ont été prises à l'aide du microscope inversé CKX41 (Olympus, Japon) avec un grossissement de 100X.

Les résultats obtenus à partir de la cinétique de croissance ont montré que les cellules des groupes test et témoin présentaient un schéma de croissance similaire qui commençait par la phase de latence, suivie de la phase de croissance exponentielle et se terminait par la phase stationnaire Fig. 2a. Bien que la phase de latence ait duré jusqu'au jour 4 et que la phase exponentielle ait culminé au jour 10 dans les groupes DE, IE et NC, il y a eu une augmentation significative du nombre de cellules dans le groupe DE (3,13 × 104 ± 0,11) par rapport au groupe NC ( 2,66 × 104 ± 0,21 cellules). Une diminution significative du nombre de cellules a été observée dans le groupe IE (1,47 × 104 ± 0,15 cellules) par rapport au groupe NC. Cependant, au jour 10, où la phase exponentielle a culminé, il n'y avait pas de différence significative entre le groupe DE et NC alors qu'une baisse significative du nombre de cellules a été observée dans le groupe IE (c'est-à-dire IE [9,42 × 104 ± 0,56 cellules] contre NC [ 12,4 × 104 ± 0,55 cellules]) comme illustré à la Fig. 2b. Il a également été observé qu'en atteignant le pic de la phase exponentielle, les cellules des deux groupes de test ainsi que le groupe témoin ont subi une forte baisse de croissance (Fig. 2a) plutôt que la phase de plateau, comme prévu dans la phase stationnaire de croissance. cinétique. Dans l'analyse du temps de doublement de la population (PDT) menée sur les hUC-MSC du passage 1 au passage 6, il y a eu une diminution du PDT lorsque la cellule s'est développée au passage 4, après quoi elle a atteint un plateau jusqu'au passage 6. Fait intéressant, le PDT de dans le groupe IE était plus élevé par rapport à celui des groupes DE et NC tout au long du passage 1 à 6 avec une augmentation statistiquement significative (p < 0,05) dans le groupe IE par rapport au NC enregistré au passage 3. Il n'y a cependant pas de différence significative entre les PDT des cellules du groupe DE et celles du groupe NC (Fig. 2c).

Cinétique de croissance des hUC-MSC montrant l'effet de l'exposition directe et indirecte aux MF des cellules mortes. ( a ) Un schéma de croissance similaire commençant par la phase de latence, suivi de la phase de croissance exponentielle au jour 4-10 et terminé de la phase stationnaire a été présenté par les cellules des groupes direct et témoin. (b) Comparaisons du nombre de cellules au jour 4 (durée de la phase de latence) et au jour 10 (pic de phase exponentielle) entre les groupes DE, IE et NC.* montre une augmentation statistiquement significative par rapport au contrôle (NC) tandis que # montre une statistique diminution significative par rapport au témoin (NC) (p < 0,05). ( c ) Temps de doublement de la population (PDT) du MF exposé (DE et IE) ainsi que des hUC-MSC témoins (NC) du passage 1 au passage 6. Le PDT a diminué à mesure que la cellule s'est développée au passage 4 après quoi il plateau jusqu'au 6e passage. * montre une augmentation statistiquement significative du nombre de cellules par rapport au contrôle (NC). Il n'y a cependant pas de différence significative entre la PDT des cellules du groupe DE et celles du groupe NC (p < 0,05).

La caractérisation des hUC-MSC qui a été réalisée en évaluant l'expression des marqueurs de surface cellulaire suite à l'exposition au MF a indiqué qu'à l'exception de CD105, le MF ne modifie pas complètement l'intégrité immunophénotypique des cellules même après 72 h d'incubation de culture. Les résultats ont révélé que les cellules des trois groupes présentaient une expression négative pour les marqueurs immunologiques et hématologiques i. CD14, CD80, CD86 et HLA DR, DP, DQ couplés à une expression positive pour les marqueurs MSC ii. CD29, CD73, CD105 et HLA-ABC (Fig. 3a – e) Les anticorps ont été achetés auprès de Benton Dickinson, à l'exception de CD105 qui a été acheté auprès du système R&D (Tableau 1). De plus, il n'y avait pas de différence significative dans les niveaux d'expression des marqueurs de surface cellulaire entre les groupes DE et IE par rapport au groupe NC. Comme présenté sur la figure 3a, plus de 90% des cellules du groupe DE ont une expression positive pour CD29, CD73 et HLA-ABC avec un pourcentage inférieur de positif pour CD105 (37,4%). Une tendance similaire a été observée dans le groupe IE (Fig. 3b) a montré> 90% d'expression positive pour CD29 et CD73 à l'exception de HLA-ABC et CD105 avec respectivement 84, 2% et 47, 9% d'expression positive. Enfin, plus de 90% des cellules du groupe NC (Fig. 3c) ont exprimé CD29, CD73 et HLA-ABC sauf CD105 où le pourcentage est de 62,6%. Les cellules des trois groupes avaient moins de 1 % d'expression pour CD14, CD80 et CD86 et HLA-DR. Étant donné que les hUC-MSC ont été positifs pour l'expression des MSC même après avoir été exposés au SMF, on peut conclure que le SMF SmCo5 ne contribue à aucun effet significatif ou n'a modifié l'immunophénotypage des hUC-MSC même après 72 h de culture dans un environnement MF. Bien qu'il y ait eu une réduction significative de l'expression de CD105, la MF n'a entraîné aucune différence significative dans le phénotype de surface des MSC lors du traitement (Fig. 3d, e).

( a ) Expression du panneau de contrôle et des marqueurs de surface cellulaire sur les hUC-MSC directement exposés (DE). Les cellules présentaient plus de 90 % d'expression positive pour CD29, CD73 et HLA-ABC avec un pourcentage inférieur de positif pour CD105, c'est-à-dire seulement 37,4 %, tandis qu'une expression inférieure à 1 % pour CD14, CD80 et CD86 et HLA-DR a été observée. (b) : expression des marqueurs de surface du panneau de contrôle et de la cellule sur les hUC-MSC indirectement exposées (IE). Les cellules présentaient plus de 90 % d'expression positive pour CD29, CD73 et HLA-ABC avec un pourcentage inférieur de positif pour CD105, c'est-à-dire seulement 47,9 %, tandis qu'une expression inférieure à 1 % pour CD14, CD80 et CD86 et HLA-DR a été observée. ( c ) Expression du panneau de contrôle et des marqueurs de surface cellulaire sur les hUC-MSC témoins (NC). Les cellules présentaient plus de 90 % d'expression positive pour CD29, CD73 et HLA-ABC avec un pourcentage inférieur de positif pour CD105, c'est-à-dire seulement 62,6 %, tandis qu'une expression inférieure à 1 % pour CD14, CD80 et CD86 et HLA-DR a été observée. (d): Le résultat montre que l'expression des protéines marqueurs de surface cellulaire CD29, CD73 et HLA-ABC est similaire entre DE et IE par rapport à NC, tandis que l'endogline (CD105) est significativement diminuée dans les groupes DE et IE par rapport à NC groupe. * montre un groupe statistiquement significatif par rapport au contrôle négatif. (e) Le résultat montre le même modèle d'expression des marqueurs hématologiques et immunologiques dans les MSC sans aucune différence significative entre les groupes. ( f ) Différenciation des hUC-MSC en ostéocytes. Les MSC ont été cultivées jusqu'à confluence et stimulées pour se différencier en ostéocytes en utilisant un milieu approprié pendant un total de 21 jours. Selon une expérience de coloration cytochimique, les hUC-MSC traitées avec les deux groupes de test (DE, IE) ont pu se développer en cellules ostéogéniques. Le dépôt de calcium coloré au rouge d'alizarine S a révélé une différenciation ostéogénique. Toutes les micrographies photographiques ont été prises à l'aide du microscope inversé CKX41 (Olympus, Japon) avec un grossissement de 100X.

Dans l'enquête préliminaire de l'étude de différenciation, les hUC-MSC des groupes DE et IE ont été cultivées jusqu'à confluence et soumises à une différenciation ostéogénique. Les cellules ont été incubées dans un milieu d'induction ostéogénique pendant 21 jours en utilisant un kit de test de différenciation ostéogénique MSC disponible dans le commerce. Les hUC-MSC des deux groupes de test ont pu subir une différenciation ostéogénique et ont exprimé des marqueurs ostéogéniques qui ont été visualisés par coloration cytochimique. Le dépôt de calcium en tant que signe de différenciation ostéogénique a révélé une coloration rouge vif lorsque les cellules ont été cultivées dans le milieu inducteur ostéogénique et colorées avec du rouge d'alizarine S (Fig. 3f)).

Étant donné que SMF SmCo5 pouvait améliorer la prolifération en phase exponentielle, d'autres expériences ont été réalisées pour étudier la teneur en ADN des hUC-MSC via le cycle cellulaire. Montrés sur la figure 4a, nos résultats ont montré qu'après 18 h, le nombre plus élevé de cellules traitées avec MF a montré une intensité de signal PI plus élevée observée après dans les phases S et G2 / M (55, 18% et 21, 75% respectivement) par rapport à IE et NC, suggérant que le groupe DE était engagé dans les phases S et G2/M. Enfin, des facteurs tels que la force MF de 21, 6 mT et des périodes d'exposition de MF allant de 18 à 30 h aux hUC-MSC ne semblaient pas jouer un rôle significatif dans le cycle cellulaire de la NC. Par conséquent, cette découverte suggère que les hUC-MSC traités par DE SMF sont une condition optimale qui permet aux hUC-MSC de progresser dans le cycle cellulaire (dès 18 h). La comparaison entre 18, 24 et 30 h peut être vue sur la Fig. 4b – d.

( a ) Distribution de l'ADN montrant l'analyse du cycle cellulaire des MF exposés (DE et IE) ainsi que des hUC-MSC témoins (NC) après 18, 24 et 30 h de culture. Les cellules du DE ont été les premières à progresser dans le cycle cellulaire (dès 18 h) car la phase G0/G1 a nettement diminué tandis que les phases S et G2/M ont augmenté. La tendance a été suivie par le groupe IE à 24 h tandis que le groupe NC a été retardé jusqu'à 30 h. Comparaison graphique entre les phases du cycle cellulaire des groupes DE, IE et NC. (b) L'image montre la diminution de la phase G0/G1 et l'augmentation des phases S- et G2/M dans le groupe DE par rapport au groupe NC après 18 h de culture. ( c ) montre la diminution de la phase G0 / G1 et l'augmentation des phases S- et G2 / M dans le groupe IE par rapport au groupe NC après 24 h de culture, tandis que (d) montre qu'il n'y avait pas de différence significative dans les phases du cycle cellulaire entre les groupes exposés et témoins. * Montre une augmentation statistiquement significative du pourcentage de cellules par rapport au contrôle (NC) tandis que # montre une diminution statistiquement significative du pourcentage de cellules par rapport au contrôle (NC) (p < 0,05).

L'électrophorèse sur gel d'agarose du produit de la réaction de transcriptase polymérase inverse (RT-PCR) a été réalisée pour déterminer l'expression des gènes OCT4, SOX2, NANOG et REX-1 qui représentent des marqueurs de souche induits et principalement exprimés dans des cellules indifférenciées de hUC-MSC. Dans l'ensemble, les échantillons traités (DE) présentaient une expression plus élevée de ces gènes par rapport aux témoins (IE et NC) Fig. 5a. À partir de la Fig. 5b, a montré que le groupe DE entraînait une augmentation significative de l'expression de NANOG (2,73 fois), par rapport à IE. Aucune différence significative d'expression d'OCT4, SOX2 et REX1 n'a été observée entre les groupes DE et IE, bien que l'exposition aux MF au groupe DE semble avoir une légère augmentation de l'expression d'OCT4 par rapport aux groupes IE. Ces résultats ont montré que l'exposition au MF ne réduit pas l'expression de ces gènes marqueurs mais, au contraire, pourrait être en mesure de maintenir les propriétés de tige des hUC-MSC (fichier supplémentaire).

Expression génique de marqueurs pluripotents associés (OCT4, SOX2, NANOG et REX-1) dans les hUC-MSC exposées au MF. ( a ) Le produit RT-PCR sur gel d'agarose-électrophorèse réalisée pour déterminer l'intensité d'expression des marqueurs principalement exprimés dans les MSC indifférenciées. ( b ) Changement de pli montrant la régulation à la hausse d'OCT4 dans les groupes DE et IE avec des niveaux d'expression plus élevés dans le groupe DE par rapport au groupe IE. Le gène SOX2 était significativement régulé négativement dans les groupes DE et IE, tandis que NANOG était significativement régulé positivement dans DE (changement de 2,73 fois) par rapport aux groupes IE.

Dans cette étude, les résultats observés sont révélateurs des potentiels du MF dans l'amélioration de la prolifération in vitro des hUC-MSC. Les effets du MF ont d'abord été observés sur les propriétés morphologiques des hUC-MSC. Bien que l'enquête n'ait montré aucune différence morphologique visible entre les groupes DE, IE et témoin (NC), il y a eu une amélioration notable de la vitesse à laquelle la confluence est atteinte. De plus, les cellules traitées au MF présentaient une morphologie similaire à celle des cellules non traitées (NC), car elles conservaient l'apparence et la morphologie typiques des hUC-MSC sains (en forme de fibroblaste et en forme de fuseau), ce qui est en accord avec les études rapportées par Marędziak et al.47, et Du et al.48. Cela suggère donc que l'exposition directe aux MF peut fournir une méthode puissante pour augmenter la vitesse de propagation tout en maintenant des structures morphologiques normales. Le résultat positif de l'analyse temporelle de la cinétique de croissance appuie davantage l'inférence faite à partir des observations morphologiques. Les cellules DE présentaient un nombre de cellules plus élevé au jour 4, par rapport à IE et NC, où la phase exponentielle a commencé, suggérant que l'exposition MF améliore remarquablement la cinétique de croissance des hUC-MSC et, par conséquent, aide en temps opportun avec la propagation in vitro. Notre observation dans cet aspect était en contraste avec 3 autres études. Premièrement, Wiskirchen et al.49 ont révélé que la cinétique de prolifération n'était pas altérée par l'exposition aux MF et que l'exposition répétée à un champ magnétique statique (SMF) de 0,2, 1,0 et 1,5 T n'exerçait aucun effet sur la prolifération des cellules de fibroblastes pulmonaires fœtaux humains (HFLF). après 21 jours. De même, des résultats contrastés ont été rapportés par Miyakoshi50 dans lesquels il n'y avait aucune altération de la cinétique de prolifération après que les cellules aient été exposées au MF. Troisièmement, Sun et al. ont montré que l'analyse cinétique des cellules souches mésenchymateuses de la moelle osseuse (BMMSC) pendant la phase de croissance exponentielle n'était pas significativement affectée par le champ électromagnétique pulsé (CEMP)43. Contrairement à leurs conclusions, notre étude a modifié avec succès la cinétique de croissance, principalement peut-être contribuée par la méthode d'exposition magnétique ainsi que les sources de cellules utilisées pour les expositions au champ magnétique. En plus de l'observation susmentionnée, le temps de doublement de la population a diminué l'augmentation du nombre de passages dans les groupes test et témoin. Cependant, un temps de doublement plus court a été observé dans les groupes DE par rapport aux groupes IE et NC. Cette observation est en accord avec l'observation de Marędziak et al.51, où ils ont rapporté que le taux de prolifération le plus élevé a été observé dans les cellules souches stromales mésenchymateuses dérivées de la graisse humaine (hASC) cultivées en présence de conditions MF et multipliées avec la PDT la plus courte. En revanche, Sadri et al.52 ont rapporté des hUC-MSC traitées avec du SMF à 18 mT et ont découvert que le SMF allongeait la PDT par rapport au groupe témoin. Ici, nous avons montré avec succès qu'une exposition directe de MF au hUC-MSC à 21,6 mT SMF est une condition optimale pour augmenter la prolifération cellulaire avec le PDT le plus court.

La caractérisation des hUC-MScs lors de l'exposition au MF a été réalisée en analysant les marqueurs de surface cellulaire qui ont démontré que les marqueurs CD des groupes DE et IE n'étaient pas différents par rapport au groupe témoin NC. Les résultats ont montré que les cellules présentent des phénotypes semblables à des cellules souches mésenchymateuses même après 72 h de culture dans un environnement exposé au MF. Les MSC constituent une population hétérogène de cellules, en termes de morphologie, de physiologie et d'expression des antigènes de surface. Jusqu'à présent, il n'y a pas de marqueurs de surface cellulaire spécifiques identifiés et généralisés pour les MSC. Dans cette étude, nous avons montré que les hUC-MSC isolées par cytométrie en flux étaient homogènes sans aucune contamination par les cellules souches hématopoïétiques et leurs progéniteurs. Ceci a été confirmé par nos données expérimentales d'immunofluorescence qui représentaient les marqueurs positifs CD29, CD73, CD105 et HLA-ABC, et contre l'expression des marqueurs négatifs CD14 et HLA-DR et les marqueurs co-stimulateurs CD80, CD86 dans les cultures. Il est important de noter cependant que les niveaux d'expression de CD105 ont diminué de manière significative dans les groupes exposés, c'est-à-dire DE et IE. L'expression réduite de CD105 dans DE et IE par rapport au NC suggère une altération potentielle de leur destin cellulaire. Que la diminution observée puisse être associée à une fonction biologique supprimée ou améliorée, cela justifie une enquête plus approfondie. En dehors de CD105, il n'y avait pas de différence significative dans les niveaux d'expression des marqueurs de surface cellulaire entre les exposés et les témoins. Des résultats similaires ont été obtenus par Sun et al.43 car ils ont rapporté que l'exposition aux MF n'affecte pas de manière significative la morphologie du phénotype de surface observé et le potentiel de différenciation multi-lignée pour les BM-MSC. Étant donné que les hUC-MSC ont été positifs pour l'expression des MSC (adhérence de surface et expressions de surface cellulaire) même après avoir été exposés au MF, on peut conclure que le MF ne contribue à aucun effet significatif ou n'a pas modifié l'immunophénotype des hUC-MSC par le MF même après 72 h de culture en milieu MF.

Lorsqu'elles sont cultivées dans un milieu d'induction ostéogénique, les hUC-MSC générées par la culture ont été différenciées en ostéocytes sur la base de la coloration cytochimique. Plus précisément, la morphologie innée de type fibroblaste des MSC s'est transformée en formes de type cuboïde au cours de l'ostéogenèse induite. Lorsque ces cellules ont été colorées avec du rouge Alizarine, elles semblaient être de couleur rouge brique en raison de l'agrégation cellulaire et de la formation de nodules. Une région particulière du pigment de coloration est apparue plus dense et on pense qu'il s'agit d'un dépôt de calcium, un indicateur courant d'ostéogenèse. Les résultats de l'étude actuelle sont similaires aux études menées par53,54,55. Cependant, une caractérisation plus poussée de l'ostéogenèse doit être effectuée pour valider complètement cette observation. Par exemple, la teneur en calcium de ces cellules peut être évaluée plus avant via un dosage colorimétrique, et la RT-qPCR peut être utilisée pour identifier la présence de marqueurs ostéocytaires. De plus, l'analyse Western blot peut évaluer la présence de protéines liées à l'ostéogenèse. Nos résultats préliminaires soutiennent ici l'idée que SMF SmCo5 n'affecte pas le potentiel de différenciation multipotente des hUC-MSC, en particulier le potentiel ostéogénique.

Des tests de prolifération utilisant des techniques telles que le MTT et le cycle cellulaire ont montré une prolifération accrue de MSC suite à une exposition au MF51,52,56. Notre résultat a montré que les cellules du groupe DE étaient engagées dans le cycle cellulaire dès 18 h de culture par rapport aux groupes IE et NC. Au fil du temps, hUC-MSC peut connaître une sénescence cellulaire où davantage de cellules sont arrêtées en phase G0/G157. Le vieillissement des cellules est étroitement lié à l'activité de la télomérase et à la longueur des télomères. Bien que la longueur des télomères et l'activité de la télomérase n'aient pas été mesurées dans l'étude de présence, la promotion de la progression du cycle cellulaire et la diminution de l'activité de l'apoptose comme indiqué par le cycle cellulaire peuvent représenter indirectement l'activité de la télomérase. Cela suggère que le MF intensifié peut induire la survie des hUC-MSC ou que le MF agit comme agent anti-apoptotique pour le mécanisme du cycle cellulaire de 6 à 48 h. Les cellules peuvent éventuellement quitter l'état de repos et continuer à proliférer ; et ainsi, le processus de vieillissement peut être empêché par une exposition MF. Pour confirmer cela, la mesure de l'activité de l'apoptose, telle que les dosages de caspase, doit être effectuée pour une enquête plus approfondie. Les résultats obtenus ont montré que le MF augmente le nombre de cellules à la phase S et G2/M détectée comme observé dans le groupe DE.

Notre analyse de l'expression génique par RT-PCR a révélé que l'expression de NANOG a augmenté de 2,73 fois dans DE par rapport à IE, au passage 3. Ceci est conforme aux conclusions de Rinaldi et al.58 où l'exposition au convoyeur asymétrique radioélectrique (REAC) a causé 30 Multiplication de l'expression de NANOG dans les MSC, même dans les cellules au passage 30. Ceci induit par conséquent une régulation à la hausse de l'expression de Bmi1 qui joue un rôle central dans la réparation de l'ADN et l'auto-renouvellement des cellules souches. En tant que tel, MF dans l'étude peut faciliter la prolifération cellulaire grâce à l'augmentation de NANOG comme observé avec REAC. L'expression réduite du gène SOX-2 suggère qu'une sous-population de cellules plus différenciée se formait dans les cellules traitées par DE par rapport aux IE et NC. Cette observation justifie le fait que le destin cellulaire est effectivement affecté par le SMF à travers un phénomène biologique qui justifie des investigations supplémentaires.

La présente étude a révélé que les prouesses du MF d'une intensité de 21,6 mT pour stimuler la prolifération in vitro et améliorer la propagation des hUC-MSC sans affecter son intégrité immunophénotypique. Cependant, cette prouesse peut être explorée plus avant en analysant les effets de l'exposition aux MF sur les voies de signalisation clés à l'aide d'outils d'évaluation globale des gènes et de biologie computationnelle. À partir des études actuelles, elles étaient davantage axées sur la découverte du potentiel fondamental de l'exposition aux MF dans l'expansion des MSC. L'expression génique accrue de NANOG parmi d'autres marqueurs pluripotents associés tels que OCT4, SOX2 et REX-1, peut indiquer un événement indésirable potentiel, car cette co-expression de NANOG et OCT4 dans les littératures précédentes s'était reflétée dans le mauvais pronostic de plusieurs tumeurs malignes y compris les carcinomes pulmonaires, gliomes et rénaux59,60,61,62. Par conséquent, une étude distincte sera menée pour approfondir la question dans l'espoir de fournir une conclusion plus concrète sur sa sécurité. Une enquête plus approfondie comprendrait également diverses études génétiques et métabolomiques, une enquête sur les expositions aux MF avec la souche et la croissance des cellules souches cancéreuses et l'implication sur le développement du cancer. De plus, une observation importante faite dans la présente étude est la mauvaise performance de l'exposition indirecte du MF vers les hUC-MSC, comme en témoignent les résultats du groupe IE de cellules tout au long de l'étude. Bien que le groupe IE ait été introduit en tant que contrôle technique, il a montré qu'il existe une possibilité d'un effet indésirable de l'exposition indirecte des CSM au MF. Cependant, il est recommandé que des études futures soient menées en tenant compte de la distance de la source magnétique par rapport aux propriétés biologiques des MSC.

Le samarium-cobalt, un aimant de terres rares composé d'un alliage de samarium et de cobalt qui offre une aimantation importante et permanente, a été utilisé dans l'étude. Le composant magnétique consistait en deux cylindres magnétiques en samarium-cobalt (SmCo5 ou SmCo série 1:5). Chaque cylindre d'aimant avait une épaisseur de 4 cm et un diamètre de 9,5 cm recouvert de nickel pour éviter l'écaillage et rendre la surface plus dure. Les cylindres magnétiques SmCo5 ont été installés à l'intérieur de l'incubateur à CO2 (Galaxy S., USA) à l'aide d'un positionneur réglable avec les pôles nord et sud face à face. Comme les aimants SmCo5 sont anisotropes, le MF n'a été généré que dans une seule direction. La figure 6a montre la distribution schématique de l'intensité MF à partir de la surface de l'aimant permanent. L'intensité MF la plus élevée était de 21,6 mT, a été mesurée et enregistrée à l'aide d'un compteur de Gauss (DC Gaussmeter Model GM 1-ST, Type ALPHALAB Inc, USA), placé au-dessus des cultures cellulaires au centre entre les aimants permanents où le MF était complètement uniforme (fig. 6b). L'incubateur a trois compartiments, c'est-à-dire les compartiments supérieur, moyen et inférieur avec l'aimant SmCo5 conservé dans le compartiment inférieur.

© est l'endroit où le MF est le plus uniforme et le plus intense. ( b ) Configuration montrant comment les cellules des groupes exposés directement (DE) et exposés indirectement (IE) ont été placées à différents endroits de l'incubateur. Le groupe DE et le groupe IE sont dans le même incubateur et le groupe témoin négatif (NC) dans un incubateur différent.

(a) Le diagramme schématique ci-dessus montre la distribution des lignes MF entre une paire d'aimants de terres rares. La région centrale entre les deux cylindres magnétiques

Des hUC-MSC entièrement caractérisées ont été obtenues auprès du groupe de recherche sur les cellules souches et l'immunité, laboratoire d'immunologie, département de pathologie, faculté de médecine et des sciences de la santé, Université Putra Malaysia. Les MSC du cordon ombilical ont été dérivées de la gelée de Wharton des cordons ombilicaux humains. Les cordons ombilicaux humains ont été obtenus à partir d'accouchements à terme au Britannia Women and Child Hospital, Kajang, Selangor, Malaisie, après avoir obtenu le consentement éclairé de tous les sujets et/ou de leur(s) tuteur(s) légal(aux). La collecte et l'utilisation de tissus de cordon ombilical humain ont été approuvées par le Comité d'éthique et de recherche, Faculté de médecine et des sciences de la santé, Universiti Putra Malaysia. Toutes les méthodes et procédures d'utilisation de cellules humaines ont été réalisées conformément aux directives et réglementations pertinentes, y compris la Déclaration d'Helsinki. Les cellules ont été cultivées dans du milieu Eagle modifié de F12 Dulbecco (DMEM-F12) composé de Dulbecco GLUTAMAX (Gibco, Royaume-Uni) additionné de 10 % de sérum bovin fœtal (FBS), 1 % de pénicilline/streptomycine, 0,5 % de fungizone et 0,1 % de gentamycine ( Gibco, Royaume-Uni). Le milieu de culture optimisé pour hUC-MSC a été fraîchement préparé comme décrit dans Tong et al.63. Sur la base de la conception expérimentale, les cellules ont été regroupées en trois, i-le groupe DE a été positionné au centre entre les aimants permanents où l'intensité du MF 21,6 mT mesurée par le compteur Gauss) était la plus élevée et uniforme ; ii- le groupe IE a été placé dans le compartiment supérieur du même incubateur que le groupe DE, tandis que iii- le groupe NC a été placé dans un incubateur différent sans exposition au MF. La disposition des cellules dans l'incubateur était basée sur la configuration expérimentale et est présentée à la Fig. 6b. Toutes les conditions de culture dans les incubateurs utilisés ont été maintenues à 37°C et alimentées avec 5% de CO2.

Les hUC-MSC ont été ensemencées dans une boîte de Pétri de 60 mm à 1 × 104 cellules et cultivées jusqu'au passage numéro 6. La morphologie des cellules a été observée tous les deux jours à l'aide d'un microscope inversé à contraste de phase CKX41 (Olympus, Japon). Les images obtenues pour les groupes test (DE et IDE) et témoin (NC) au passage 3 ont été enregistrées.

Dans l'expérience de cinétique de croissance, 1 × 104 hUC-MSC au passage 3 ont été ensemencés dans une boîte de Pétri de 60 mm. Pour chaque groupe, les cellules ont été ensemencées dans différentes boîtes de Pétri pendant 6 points de temps d'incubation, les jours 2, 4, 6, 8, 10 et 12. À la maturation de chaque jour d'incubation, les cellules ont été récoltées par trypsinisation à l'aide de TrypLE™ Select Enzyme (ThermoFisher Scientific, USA) et ont été comptés par le test d'exclusion du bleu trypan en utilisant une solution de bleu trypan (Sigma-Aldrich, USA) pour. Les données ont été analysées après le dénombrement. De même, pour l'analyse du temps de doublement, 1 × 104 hUC-MSC au passage 3 ont également été ensemencés dans des boîtes de Pétri de 60 mm et traités dans les mêmes conditions que celles décrites ci-dessus. Les cellules ont été récoltées par trypsinisation à l'aide de l'enzyme TrypLE™ Select (ThermoFisher Scientific, USA) puis ont été comptées manuellement par hémocytomètre sous microscope. Le taux de croissance, qui est l'inverse du temps de génération, est défini comme le nombre de cellules doublant par unité de temps pendant un intervalle de temps spécifique. Le temps de doublement a été déterminé par la formule de Patterson et exprimé en temps de doublement moyen.

Les hUC-MSC (2 × 105 cellules) au passage 3 ont été cultivées dans des flacons de culture tissulaire T-25 et incubées pendant 72 h. Après avoir atteint une confluence d'environ 80 à 90%, les cellules ont été récoltées, comptées et 1 × 106 cellules ont été transférées dans des tubes de tri cellulaire activé par fluorescence (FACS). Les cellules ont ensuite été lavées dans une solution saline froide de tampon phosphate (PBS) 1 × et colorées avec 1,5 μL pour 105 cellules d'anticorps monoclonaux anti-humains MSC du panel : comme indiqué dans le tableau 1. Les cellules colorées ont été incubées pendant au moins 15 min à 2 –8 °C. Après cela, les cellules ont été lavées et remises en suspension dans 500 μL de PBS et les marqueurs de surface cellulaire ont été détectés par acquisition de 104 cellules marquées à l'anticorps à l'aide d'un cytomètre en flux BD LSR FORTESSA (BD Bioscience, USA). Des cellules marquées à l'isotype non spécifique non colorées et conjuguées au fluorochrome ont été utilisées comme témoin parallèlement à toutes les mesures pour définir une synchronisation négative. Les données obtenues ont été analysées à l'aide du logiciel Cell Quest Pro fourni par le fabricant (logiciel Becton Dickinson CellQuest, USA).

Les hUC-MSC du passage 3 ont été testées pour leur capacité de différenciation ostéogénique dans le cadre de l'évaluation du potentiel mésodermique à l'aide du kit de différenciation d'ostéogenèse StemPro (Gibco, Invitrogen, États-Unis). Pour le groupe DE, 10 000 cellules hUC-MSC ont été ensemencées dans des flacons T-25 complétés par un milieu MSC complet et ont été incubées à 37 ° C et 5 % de CO2 jusqu'à ce qu'une monocouche de cellules confluentes soit atteinte. Après avoir atteint la confluence, le milieu de culture cellulaire a été remplacé par un milieu de différenciation ostéogénique tous les 3 jours pendant 21 jours supplémentaires. Pour le groupe témoin, les cellules ont été maintenues dans des milieux MSC complets uniquement tout au long de l'étude. À la fin du jour 21, les cellules ont été récoltées et fixées avec de l'éthanol à 70 % pendant 60 min. Ceci est suivi d'une coloration avec une solution de rouge d'alizarine pendant 30 min. Toutes les cultures cellulaires ont été observées sous un microscope inversé CKX41 à contraste de phase (Olympus, Japon) et leurs images ont été capturées.

Les hUC-MSC ont été ensemencées dans des plaques à 6 puits au nombre de 5 × 104 cellules par puits. Les cellules ont été regroupées en 3 moments différents (18, 24 et 30 h) et incubées en conséquence. Après chaque période d'incubation, les cellules ont été récoltées, lavées dans du PBS froid puis fixées avec de l'éthanol à 70 % pendant une nuit à - 20 °C. Les cellules fixées ont ensuite été lavées deux fois et mises en suspension dans 25 µL de 10 mg/mL de RNase (Sigma-Aldrich, États-Unis) et incubées avec 500 µL de tampon de coloration constitué de 1 mg/mL d'iodure de propidium (PI) (Molecular Probe, Invitrogen) incubé à température ambiante pendant 30 min. La distribution d'ADN de la cellule a été analysée par acquisition de cellules marquées au 104 PI à l'aide d'un cytomètre en flux BD LSR FORTESSA (BD Bioscience, USA). L'analyse des données acquises a été réalisée à l'aide du logiciel ModFit LT (Verify Software House, USA).

Toutes les précautions standard de manipulation de l'ARN ont été prises en compte pour éviter les contaminations. L'ARN total des culots cellulaires a été extrait à l'aide du kit RNeasy Mini (Qiagen, Allemagne) conformément au protocole du fabricant. L'ARN extrait a été élué à 50 µl avec de l'eau sans RNase par centrifugation à 13 000 tr/min pendant 1 min. La concentration et la pureté de l'ARN ont été mesurées à l'aide du spectrophotomètre Nano-Drop ND-1000 (Thermo Fisher Scientific Inc., USA). L'ARN (500 ng) a été chargé dans un puits de gel d'agarose à 1,5 % (Sigma Sigma-Aldrich, USA) et soumis à une électrophorèse à 90 V pendant 60 min. L'intégrité de l'ARN purifié a été évaluée par visualisation des bandes d'ARN ribosomal 28S et 18S. L'ADNc a été généré à l'aide du kit de transcription inverse QuantiTect (Qiagen, Allemagne) selon le protocole du fabricant. Un microgramme (1 ug) d'ARN purifié a été utilisé pour générer l'ADNc. L'ADNc synthétisé a été stocké à -20 ° C et une RT-PCR ultérieure a été réalisée en utilisant un protocole standard de 40 cycles. Essentiellement après une dénaturation initiale à 94 °C pendant 10 min, 40 cycles (dénaturation à 94 °C pendant 45 s, recuit à 58 °C pendant 30 s, extension à 72 °C pendant 90 s) suivis d'une extension finale à 72 °C pendant 5 min. Les amplicons de RT-PCR ont été séparés sur un gel d'agarose à 2 % (SeaKem® LE Agarose, Lonza, Suisse) et colorés avec du bromure d'éthidium. Le gel a été visualisé à l'aide de Syngene Gel Documentation (Syngene, USA). La conception des amorces GADPH, REX 1, SOX2 OCT4 et NANOG a été adoptée à partir de l'étude précédente telle que présentée dans le tableau 2. L'intensité de la bande des gènes d'intérêt obtenus à partir de l'électrophorèse sur gel d'agarose produit RT-PCR a été quantifiée à l'aide de l'image Logiciel J™, normalisé par rapport au gène de référence (GADPH) puis présenté sous forme de changement de pli en référence au groupe NC en utilisant la formule ci-dessous.

Les résultats obtenus à partir de cellules traitées et de cellules témoins à différents ensemencements de hUC-MSC par le test t de Student en utilisant GraphPad Prism (version 7) et des niveaux significatifs ont été fixés à la valeur p <0,05.

Pourcentage

Plus minus

Degré Celsius

Thymidine tritiée

Cellules souches mésenchymateuses de la moelle osseuse

Acide désoxyribonucléique complémentaire

Gaz carbonique

Compter par minute

Groupe de désignation

Courant continu

Exposition directe

Milieu d'aigle modifié de Dulbecco

Acide désoxyribonucléique

Cellules souches adultes équines

Fréquence extrêmement basse

Champ magnétique de fréquence extrêmement basse

Glycéraldéhyde-3-phosphate déshydrogénase

Gégahertz

Tri cellulaire activé par fluorescence

Nourriture et drogue

Phase de repos

Phase d'écart

Deuxième écart

Sérum bovin humain

Fibroblaste pulmonaire fœtal humain

Antigène leucocytaire humain

Cellules souches mésenchymateuses dérivées du cordon ombilical humain

Hertz

Société internationale de thérapie cellulaire

Exposition indirecte

Kilovolt

Mitose

Mètre

Champ magnétique

Milligramme

Complexe majeur d'histocompatibilité

Magnéto hydro dynamique

Millimètre

Imagerie par résonance magnétique

Militesla

Mégawatt

Pron.nanOg

Contrôle négatif

Néodyme ferum bore

Nanogrammes

Facteur de transcription de liaison octamère-4

Tampon phosphate salin

Temps de doublement de la population

Champ électromagnétique pulsé

L'iodure de propidium

Convoyeur asymétrique radioélectrique

Acide ribonucléique

Ribonucléase

Réaction en chaîne par polymérase transcriptase inverse

Rotation par minute

Phase de synthèse

Supraconducteur

Écart-type

Samarium Cobalt

SRY (région de détermination du sexe Y)-boîte 2

Stockage d'énergie magnétique supraconducteur

Champ magnétique statique

Temps

Temps de doublement

Tesla

Transformer le facteur de croissance bêta

Facteur tissulaire

Borne d'affichage vidéo

Microgramme

Micro Currie

Microlitre

Microtesla

Homologue de la protéine à doigts de zinc 42

Wei, X. et al. Cellules souches mésenchymateuses : une nouvelle tendance pour la thérapie cellulaire. Acta Pharmacol. Péché. 34, 747–754 (2013).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Buzhor, E. et al. Approches de thérapie cellulaire : l'espoir des maladies incurables. Régén. Méd. 9, 649–672 (2014).

Article CAS PubMed Google Scholar

Miskon, A., Sasaki, N., Yamaoka, T., Uyama, H. & Kodama, M. Macromolecular Symposium 51–158 (Wiley Online Library, 2007).

Google Scholar

Tong, C. et al. Génération de cœurs bioartificiels à l'aide d'échafaudages décellularisés et de cellules mixtes. Biomédical. Ing. En ligne 18, 1–13 (2019).

Article Google Scholar

Ude, CC, Miskon, A., Idrus, RBH & Bakar, MBA Application des cellules souches en ingénierie tissulaire pour la médecine de la défense. Mil. Méd. Rés. 5, 1–18 (2018).

CAS Google Scholar

Ude, CC et al. Régénération du cartilage par des cellules souches adultes induites par chondrogénèse dans un modèle de mouton arthrosique. PLoS ONE 9, e98770 (2014).

Article ADS PubMed PubMed Central CAS Google Scholar

Caplan, AI Cellules souches mésenchymateuses adultes pour l'ingénierie tissulaire par rapport à la médecine régénérative. J.Cell. Physiol. 213, 341-347 (2007).

Article CAS PubMed Google Scholar

Sarmadi, VH et al. Régulation transcriptomique médiée par les cellules souches mésenchymateuses humaines des cellules leucémiques dans la production d'effets anti-tumorigènes. Transplantation cellulaire 29, 963689719885077. https://doi.org/10.1177/0963689719885077 (2020).

Article PubMed Google Scholar

Sarmadi, VH, Heng, FS et Ramasamy, R. L'effet des cellules souches mésenchymateuses humaines sur la prolifération des cellules tumorales. Méd. J. Malais. 63(Suppl A), 63–64 (2008).

Google Scholar

Pittenger, MF et al. Perspective des cellules souches mésenchymateuses : de la biologie cellulaire au progrès clinique. NPJ Régén. Méd. 4, 1–15 (2019).

Article CAS Google Scholar

Kolf, CM, Cho, E. & Tuan, RS Cellules stromales mésenchymateuses : biologie des cellules souches mésenchymateuses adultes : régulation de la niche, de l'auto-renouvellement et de la différenciation. Arthrite Rés. Là. 9, 1–10 (2007).

Article CAS Google Scholar

Pittenger, MF et al. Potentiel multilignage des cellules souches mésenchymateuses humaines adultes. Sciences 284, 143-147 (1999).

Article ADS CAS PubMed Google Scholar

Reyes, M. et al. Purification et expansion ex vivo de cellules progénitrices mésodermiques postnatales de moelle humaine. Sang 98, 2615–2625 (2001).

Article CAS PubMed Google Scholar

Friedenstein, AJ, Chailakhyan, RK, Latsinik, NV, Panasyuk, AF & Keiliss-Borok, IV Cellules stromales responsables du transfert du microenvironnement des tissus hématopoïétiques : clonage in vitro et retransplantation in vivo. Transplantation 17, 331–340 (1974).

Article CAS PubMed Google Scholar

Dang, LT-T., Bui, AN-T., Pham, VM, Phan, NK et Van Pham, P. Production de grappes de cellules productrices d'insuline ressemblant à des îlots in vitro à partir de cellules souches dérivées d'adipose. Biomédical. Rés. Là. 2, 1–9 (2015).

Article CAS Google Scholar

Potdar, PD & Prasannan, P. Différenciation des cellules souches mésenchymateuses dermiques humaines en cardiomyocytes par traitement à la 5-azacytidine : concept de thérapie régénérative dans l'infarctus du myocarde. Int. Sch. Rés. Avis 2013, 1–9 (2013).

Google Scholar

Kazemnejad, S. et al. Caractérisation biochimique et moléculaire de cellules de type hépatocyte dérivées de cellules souches mésenchymateuses de moelle osseuse humaine sur un nouvel échafaudage nanofibreux biocompatible tridimensionnel. J. Gastroenterol. Hépatol. 24, 278-287 (2009).

Article CAS PubMed Google Scholar

Kopen, GC, Prockop, DJ & Phinney, DG Les cellules stromales de la moelle migrent dans le cerveau antérieur et le cervelet, et elles se différencient en astrocytes après injection dans le cerveau de souris néonatales. Proc. Natl. Acad. Sci. États-Unis 96, 10711–10716 (1999).

Article ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Nagamura-Inoue, T. & He, H. Cellules souches mésenchymateuses dérivées du cordon ombilical : leurs avantages et leur utilité clinique potentielle. World J. Cellules souches 6, 195 (2014).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Ramasamy, R. et al. L'effet des cellules souches mésenchymateuses humaines sur l'éclatement oxydatif des neutrophiles. Malais. J. Med. Santé Sci. 6, 11-17 (2010).

Google Scholar

Maqbool, M. et al. Les cellules souches mésenchymateuses humaines inhibent la différenciation et les fonctions effectrices des monocytes. Immunité innée. 26, 424–434. https://doi.org/10.1177/1753425919899132 (2020).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Ude, C. et al. L'évaluation des différenciations du cartilage en utilisant le facteur de croissance transformant beta3 seul et avec une combinaison de protéine morphogénétique osseuse-6 sur des cellules souches adultes. Banque de tissus cellulaires. 18, 355–367 (2017).

Article CAS PubMed Google Scholar

Yamaoka, T. et al. Évaluation individuelle de l'expression des marqueurs cardiaques et de l'auto-battement lors de la différenciation cardiaque des cellules P19CL6 sur différents substrats de culture. J. Biomed. Mater. Rés. Partie A 105, 1166–1174 (2017).

Article CAS Google Scholar

Miskon, A., Mahara, A., Uyama, H. & Yamaoka, T. Une induction de suspension pour la différenciation myocardique des cellules souches mésenchymateuses de rat sur diverses protéines de la matrice extracellulaire. Tissue Eng. Partie C 16, 979–987 (2010).

Article CAS Google Scholar

Miskon, A., Ehashi, T., Mahara, A., Uyama, H. & Yamaoka, T. Comportement de battement des cardiomyocytes néonataux primaires et P19 différencié cardiaque. Cellules CL6 sur différents composants de la matrice extracellulaire. J.Artif. Organes 12, 111–117 (2009).

Article CAS PubMed Google Scholar

Baksh, D., Yao, R. et Tuan, RS Comparaison du potentiel de différenciation proliférative et multilignée des cellules souches mésenchymateuses humaines dérivées du cordon ombilical et de la moelle osseuse. Cellules souches 25, 1384–1392 (2007).

Article CAS PubMed Google Scholar

Li, C.-Y. et coll. Analyse comparative des cellules souches mésenchymateuses humaines de la moelle osseuse et du tissu adipeux dans des conditions sans xéno pour la thérapie cellulaire. Cellule souche Res. Là. 6, 1–13 (2015).

Article CAS Google Scholar

Savitz, DA, Liao, D., Sastre, A., Kleckner, RC et Kavet, R. Exposition aux champs magnétiques et mortalité par maladie cardiovasculaire chez les travailleurs des services publics d'électricité. Suis. J. Épidémiol. 149, 135–142 (1999).

Article CAS PubMed Google Scholar

Elmas, O. Effets de l'exposition aux champs électromagnétiques sur le cœur : une revue systématique. Toxicol. Ind. Health 32, 76–82 (2016).

Article CAS PubMed Google Scholar

Xu, D. & Roth, BJ Le champ magnétique produit par le cœur et son influence sur l'IRM. Mathématiques. Prob. Ing. 2017, 1–9 (2012).

Google Scholar

Oliviero, A. et al. Stimulation par champ magnétique statique transcrânien du cortex moteur humain. J. Physiol. 589, 4949–49585 (2011).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Roberts, DC et al. Le champ magnétique IRM stimule les capteurs de rotation du cerveau. Courant. Biol. 21, 1635-1640 (2011).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Katila, T., Maniewski, R., Poutanen, T., Varpula, T. & Karp, PJ Champs magnétiques produits par l'œil humain. J. Appl. Phys. 52, 2565 (1981).

Annonces d'article Google Scholar

Paolucci, T. et al. Thérapie par champ électromagnétique : une perspective de réadaptation dans la gestion de la douleur musculo-squelettique : une revue systématique. J. Douleur Res. 13, 1385-1400 (2020).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Zannella, S. Effets biologiques des champs magnétiques (CISE SpA, 1998).

Google Scholar

Gajsek, P. et al. Bilan des études concernant l'évaluation de l'exposition aux champs électromagnétiques (CEM) en Europe : champs basse fréquence (50 Hz–100 kHz). Int. J. Environ. Rés. Santé publique 13, 875 (2016).

Article PubMed Central Google Scholar

Ahlbom, A. et al. Une analyse groupée des champs magnétiques et de la leucémie infantile. Br. J. Cancer 83, 692–698 (2000).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Feychting, M., Forssen, U. & Floderus, B. Exposition professionnelle et résidentielle aux champs magnétiques et leucémie et tumeurs du système nerveux central. Épidémiologie 8, 384–389 (1997).

Article CAS PubMed Google Scholar

Coble, JB et al. Exposition professionnelle aux champs magnétiques et risque de tumeurs cérébrales. Neuro Oncol. 11, 242–249 (2009).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Kheifets, LI, Afifi, AA, Buffler, PA & Zhang, ZW Exposition professionnelle aux champs électriques et magnétiques et cancer du cerveau : une méta-analyse. J. Occup. Environ. Méd. 37, 1327-1341 (1995).

Article CAS PubMed Google Scholar

Groenland, S. Estimation des fractions attribuables à la population à partir des rapports d'incidence ajustés et des données d'enquête sur l'exposition, avec une application aux champs électromagnétiques et à la leucémie infantile. Biométrie 57, 182–188 (2001).

Article MathSciNet CAS PubMed MATH Google Scholar

Chalidis, B., Sachinis, N., Assiotis, A., Maccauro, G. & Graziani, F. Stimulation de la formation osseuse et de la cicatrisation des fractures avec des champs électromagnétiques pulsés : réponses biologiques et implications cliniques. Int. J. Immunopathol. Pharmacol. 24, 17-20 (2011).

Article CAS PubMed Google Scholar

Soleil, LY et al. Effet du champ électromagnétique pulsé sur le potentiel de prolifération et de différenciation des cellules souches mésenchymateuses de la moelle osseuse humaine. Bioélectromagnétique 30, 251–260 (2009).

Article CAS PubMed Google Scholar

Massari, L., Caruso, G., Sollazzo, V. & Setti, S. Champs électromagnétiques pulsés et ultrasons pulsés de faible intensité dans le tissu osseux. Clin. Cas Mineur. Bone Metab. 6, 149 (2009).

Google Scholar PubMed

Liu, J. & Walmer, M. Stabilité thermique et données de performance pour SmCo 2 : 17 aimants à haute température sur des structures de focalisation PPM. IEEE Trans. Appareils électroniques 52, 899–902 (2005).

Article ADS CAS Google Scholar

Duerrschnabel, M. et al. Structure atomique et fixation de paroi de domaine dans des aimants permanents à base de samarium-cobalt. Nat. Commun. 8, 1–7 (2017).

Article CAS Google Scholar

Marędziak, M., Marycz, K., Smieszek, A., Lewandowski, D. & Toker, NY L'influence des champs magnétiques statiques sur les cellules souches mésenchymateuses canines et équines dérivées du tissu adipeux. Cellule In Vitro. Dév. Biol. 50, 562–571 (2014).

Article Google Scholar

Du, L., Fan, H., Miao, H., Zhao, G. & Hou, Y. Les champs magnétiques de fréquence extrêmement basse inhibent l'adipogenèse des cellules souches mésenchymateuses humaines. Bioélectromagnétique 35, 519–530 (2014).

Article PubMed CAS Google Scholar

Wiskirchen, J. et al. Fibroblastes pulmonaires fœtaux humains : étude in vitro de l'exposition répétitive au champ magnétique à 0,2, 1,0 et 1,5 T. Radiology 215, 858–862 (2000).

Article CAS PubMed Google Scholar

Miyakoshi, J. L'examen des effets cellulaires d'un champ magnétique statique. Sci. Technol. Adv. Mater. 7, 305 (2006).

Article CAS Google Scholar

Marędziak, M., Tomaszewski, K., Polinceusz, P., Lewandowski, D. & Marycz, K. Le champ magnétique statique améliore la viabilité et le taux de prolifération des cellules souches mésenchymateuses dérivées du tissu adipeux, potentiellement par l'activation de la phosphoinositide 3-kinase /Akt (PI3K/Akt). Électromagn. Biol. Méd. 36, 45–54 (2017).

Google Scholar PubMed

Sadri, M., Abdolmaleki, P., Abrun, S., Beiki, B. & Samani, FS Effet du champ magnétique statique sur l'alignement, la croissance et la différenciation des cellules dans les cellules souches mésenchymateuses dérivées du cordon humain. Cellule. Mol. Bioeng. 10, 249-262 (2017).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Tsai, M.-T., Li, W.-J., Tuan, R.-S. & Chang, W.-H. Modulation de l'ostéogenèse dans les cellules souches mésenchymateuses humaines par stimulation spécifique par champ électromagnétique pulsé. J. Orthop. Rés. 9, 1169-1174 (2009).

Article Google Scholar

Ongaro, A. et al. Les champs électromagnétiques pulsés stimulent la différenciation ostéogénique dans la moelle osseuse humaine et les cellules souches mésenchymateuses dérivées du tissu adipeux. Bioélectromagnétique 6, 426–436 (2014).

Article CAS Google Scholar

Tu, C., Xiao, YF, Ma, YZ, Wu, H. & Song, M. Les effets hérités des champs électromagnétiques sur l'auto-renouvellement des cellules souches mésenchymateuses de la moelle osseuse et le potentiel de différenciation multiple. Cellule souche Res. Là. 9, 215 (2018).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Jouni, FJ, Abdolmaleki, P. & Movahedin, M. Enquête sur l'effet du champ magnétique statique jusqu'à 15 mT sur la viabilité et le taux de prolifération des cellules souches de moelle osseuse de rat. Cellule In Vitro. Dév. Biol. 49, 212–219 (2013).

Article Google Scholar

Muller, M. Sénescence cellulaire : mécanismes moléculaires, signification in vivo et considérations redox. Antioxydant. Signal redox 11, 59–98. https://doi.org/10.1089/ars.2008.2104 (2009).

Article CAS PubMed Google Scholar

Rinaldi, S. et al. Sénescence des cellules souches Effets de la technologie REAC sur les voies indépendantes et dépendantes de la télomérase. Sci. Rep. 4, 6373 (2014).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Chiou, S.-H. et coll. La coexpression d'Oct4 et de Nanog améliore la malignité dans l'adénocarcinome pulmonaire en induisant des propriétés de type cellule souche cancéreuse et une transdifférenciation épithéliale-mésenchymateuse. Cancer Rés. 70, 10433–10444 (2010).

Article CAS PubMed Google Scholar

Wang, Q. et al. L'évolution tumorale des sous-types d'expression génique intrinsèque au gliome est associée à des changements immunologiques dans le microenvironnement. Cellule cancéreuse 32, 42–56 (2017).

Article PubMed PubMed Central CAS Google Scholar

Rasti, A. et al. La co-expression des marqueurs de cellules souches cancéreuses OCT4 et NANOG prédit un mauvais pronostic dans les carcinomes à cellules rénales. Sci. Rep. 8, 1–11 (2018).

Article CAS Google Scholar

Guo, Y. et al. Profil d'expression des gènes Oct4, Sox2 et Nanog associés aux cellules souches embryonnaires dans les gliomes humains. Histopathologie 59, 763–775 (2011).

Article PubMed Google Scholar

Tong, CK et al. Génération de cellules souches mésenchymateuses à partir de tissu de cordon ombilical humain à l'aide d'une méthode de dissociation enzymatique et mécanique combinée. Cell Biol. Int. 35, 221-226 (2011).

Article CAS PubMed Google Scholar

Télécharger les références

Cette recherche a été soutenue par le programme de subventions de recherche fondamentale (FRGS) FRGS/2/2013/SKK01/UPNM/02/1, 0713 subventions. Les auteurs remercient pleinement le ministère malaisien de l'Enseignement supérieur (MOHE) pour le fonds approuvé qui rend cette importante recherche viable et efficace. Un grand merci au groupe de recherche sur les cellules souches et l'immunité, laboratoire d'immunologie, département de pathologie, faculté de médecine et des sciences de la santé, Université Putra Malaysia, Malaisie, Serdang pour la collecte d'échantillons, pour l'utilisation de l'équipement du laboratoire de cellules souches et leur expertise. Nous tenons également à remercier le bibliothécaire de l'Université de la Défense nationale de Malaisie pour son aide dans la fourniture de matériel.

Le travail a été financé par le ministère de l'Enseignement supérieur (MOHE) de Malaisie, via des subventions du programme de subventions de recherche fondamentale (FRGS) FRGS/2/2013/SKK01/UPNM/02/1, 0713.

Unité d'organes bio-artificiels et de médecine régénérative, Université de la Défense nationale de Malaisie, Sungai Besi Camp, 57000, Kuala Lumpur, Malaisie

Haslinda Abdul Hamid et Azizi Miskon

Groupe de recherche sur les cellules souches et l'immunité, Laboratoire d'immunologie, Département de pathologie, Faculté de médecine et des sciences de la santé, Université Putra Malaysia, 43400, Serdang, Malaisie

Rajesh Ramasamy

Département de physique, Faculté des sciences appliquées et de la technologie, Université Tun Hussein Onn Malaisie, Pagoh Campus, KM1, Jalan Panchor, Pagoh Higher Education Hub, 84600, Muar, Johor, Malaisie

Mohd Kamarulzaki Mustafa

Instituts de médecine régénérative, Faculté des technologies avancées en médecine, Université iranienne des sciences médicales, Téhéran, Iran

Vahid Hosseinpour Sarmadi

Centre de recherche cellulaire et moléculaire, Université iranienne des sciences médicales, Téhéran, Iran

Vahid Hosseinpour Sarmadi

Département de radiologie dentaire, Faculté de médecine dentaire, Université Airlangga, Surabaya, 60132, Indonésie

Rajesh Ramasamy

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

HAH a réalisé les expériences, effectué des analyses de données, des recherches d'articles. HAH a rédigé, écrit et mis à jour le manuscrit avec le soutien d'AM, RR, VHS et MKMAM et MKM a fabriqué l'aimant statique SmCo5 du système. AM, RR, VHS, MKM aident à superviser le projet. AM a conçu l'idée originale.

Correspondance à Azizi Miskon.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Springer Nature reste neutre en ce qui concerne les revendications juridictionnelles dans les cartes publiées et les affiliations institutionnelles.

Libre accès Cet article est sous licence Creative Commons Attribution 4.0 International, qui permet l'utilisation, le partage, l'adaptation, la distribution et la reproduction sur n'importe quel support ou format, à condition que vous accordiez le crédit approprié à l'auteur ou aux auteurs originaux et à la source, fournir un lien vers la licence Creative Commons et indiquer si des modifications ont été apportées. Les images ou tout autre matériel de tiers dans cet article sont inclus dans la licence Creative Commons de l'article, sauf indication contraire dans une ligne de crédit au matériel. Si le matériel n'est pas inclus dans la licence Creative Commons de l'article et que votre utilisation prévue n'est pas autorisée par la réglementation légale ou dépasse l'utilisation autorisée, vous devrez obtenir l'autorisation directement du détenteur des droits d'auteur. Pour voir une copie de cette licence, visitez http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Réimpressions et autorisations

Hamid, HA, Ramasamy, R., Mustafa, MK et al. L'exposition magnétique à l'aide de samarium cobalt (SmCO5) a augmenté la prolifération et la souche des cellules souches mésenchymateuses du cordon ombilical humain (hUC-MSC). Sci Rep 12, 8904 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-12653-z

Télécharger la citation

Reçu : 16 novembre 2021

Accepté : 11 mai 2022

Publié: 26 mai 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s41598-022-12653-z

Toute personne avec qui vous partagez le lien suivant pourra lire ce contenu :

Désolé, aucun lien partageable n'est actuellement disponible pour cet article.

Fourni par l'initiative de partage de contenu Springer Nature SharedIt

En soumettant un commentaire, vous acceptez de respecter nos conditions d'utilisation et nos directives communautaires. Si vous trouvez quelque chose d'abusif ou qui ne respecte pas nos conditions ou directives, veuillez le signaler comme inapproprié.